KG0 – FAO AGRIS data provider 2026
ISSN 1694-6286
e-ISSN 1694-9250
Макала жөнөтүү
Кыргыз
Кыргыз улуттук агрардык университетинин жарчысы

Макаланы издөө

Кутурма вирусунун РНКсын аныктоо үчүн RT-PCRди оптималдаштыруу

М Максат Коркембаев Е Екатерина Крутская Н Нурлан Кожабергенов Г Гаухар Шыныбекова К Куляйсан Султанкулова
Кабыл алынган убакыт 01.02.2026
Түзөтүлгөн 17.05.2026
Жарыяланган 15.06.2026

Аннотация

Кутурманы лабораториялык жактан так жана тез диагностикалоонун мааниси бул оорунун жогорку эпизоотиялык жана эпидемиологиялык мааниси, жапайы жана үй жаныбарларынын арасында кеңири таралышы жана эпидемияга каршы жана алдын алуу чараларын өз убагында жана натыйжалуу жүргүзүү зарылдыгы менен аныкталат. Инфекцияны лабораториялык ырастоо үчүн талап кылынган убакытты кыскарткан жана оорунун алгачкы стадияларында вирусту аныктоонун сезгичтигин жогорулаткан молекулярдык-генетикалык диагностикалык ыкмаларды киргизүү кошумча мааниге ээ. Бул изилдөөнүн максаты биологиялык материалдагы кутурма вирусунун РНКсын ишенимдүү аныктоо үчүн иштелип чыккан бир баскычтуу тескери транскриптаза полимераз чынжыр реакциясын (RT-PCR) иштеп чыгуу жана оптималдаштыруу болгон. Изилдөөдө кутурма вирусунун N гени үчүн белгилүү бир праймерлерди тандоо жана талдоо, ошондой эле бир баскычтуу RT-PCRдин негизги параметрлерин оптималдаштыруу сыяктуу молекулярдык биологиялык ыкмалар колдонулган. Бул изилдөөнүн натыйжасында кутурма вирусунун N генинин сакталган аймагына багытталган RabF_N жана RabR_N праймерлери тандалып алынган, бул жогорку амплификациялык өзгөчөлүктү камсыз кылат. Праймерди күйгүзүү температурасы, MgCl₂ ионунун концентрациясы жана реакция аралашмасындагы праймердин концентрациясы сыяктуу негизги реакция шарттары изилденип, талданды. Максаттуу вирустук РНК фрагментинин туруктуу жана кайталануучу күчөтүлүшүн камсыз кылган оптималдуу RT-PCR параметрлери белгиленди. Иштелип чыккан протокол кутурма вирусунун РНКсын натыйжалуу аныктай тургандыгы көрсөтүлдү жана диагнозду лабораториялык ырастоо үчүн колдонулушу мүмкүн. Алынган жыйынтыктар бир баскычтуу RT-PCRди тез жана сезгич молекулярдык диагностикалык ыкма катары колдонуунун мүмкүнчүлүгүн тастыктайт. Бул изилдөөнүн практикалык баалуулугу иштелип чыккан жана оптималдаштырылган RT-PCR ыкмасын кутурманы диагностикалоо жана эпизоотиялык мониторинг жүргүзүү үчүн ветеринардык диагностикалык лабораториялардын жана маалымдама борборлорунун күнүмдүк ишине киргизүү мүмкүнчүлүгүндө жатат

Негизги сөздөр

диагностика; N гени; праймер; күчөтүү; спецификалуулук; сезгичтик
Цитаталоо
Korkembayev, M., Krutskaya, E., Kozhabergenov, N., Shynybekova, G., & Sultankulova, K. (2026). Optimisation of RT-PCR for the detection of rabies virus RNA. Bulletin of the Kyrgyz National Agrarian University, 24(2), 10-18. https://doi.org/10.63621/bknau./2.2026.10

Колдонулган булактар

  1. Ashwini, M.A., Pattanaik, A., & Mani, R.S. (2024). Recent updates on laboratory diagnosis of rabies. The Indian Journal of Medical Research, 159(1), 48-61. doi: 10.4103/ijmr.ijmr_131_23.
  2. Bautista, C.T. (2025). Genomics-informed surveillance for elimination of rabies in the Philippines. (PhD thesis, University of Glasgow, Glasgow, Scotland).
  3. Caraballo, D.A., Lombardo, M.A., Becker, P., Sabio, M.S., Lema, C., Martínez, L.M., Beltrán, F.J., Li, Y., & Cisterna, D.M. (2021). Evaluation of two real-time, TaqMan reverse transcription-PCR assays for detection of rabies virus in circulating variants from Argentina: Influence of sequence variation. Viruses, 13(1), article number 23. doi: 10.3390/v13010023.
  4. Cliquet, F., Picard-Meyer, E., & Robardet, E. (2014). Rabies in Europe: What are the risks? Expert Review of Anti-Infective Therapy, 12(8), 905-908. doi: 10.1586/14787210.2014.921570.
  5. Condori, R.E., et al. (2020). Using the LN34 pan-lyssavirus real-time RT-PCR assay for rabies diagnosis and rapid genetic typing from formalin-fixed human brain tissue. Viruses, 12(1), article number 120. doi: 10.3390/v12010120.
  6. David, D., Yakobson, B., Rotenberg, D., Dveres, N., Davidson, I., & Stram, Y. (2002). Rabies virus detection by RT-PCR in decomposed naturally infected brains. Veterinary Microbiology, 87(2), 111-118. doi: 10.1016/s0378-1135(02)00041-x.
  7. Dean, D.J., Abelseth, M.K., & Atanasiu, P. (1996). The fluorescent antibody test. In F.X. Meslin, M.M. Kaplan & H. Koprowski (Eds.), Laboratory techniques in rabies (4th ed., pp. 88-95). Geneva: WHO.
  8. Faye, M., Abd El Wahed, A., Faye, O., Kissenkötter, J., Hoffmann, B., Sall, A.A., & Faye, O. (2021). A recombinase polymerase amplification assay for rapid detection of rabies virus. Scientific Reports, 11, article number 3131. doi: 10.1038/s41598-021-82479-8.
  9. Faye, M., Dacheux, L., Weidmann, M., Diop, S.A., Loucoubar, C., Bourhy, H., Sall, A.A., & Faye, O. (2017). Development and validation of sensitive real-time RT-PCR assay for broad detection of rabies virus. Journal of Virological Methods, 243, 120-130. doi: 10.1016/j.jviromet.2016.12.019.
  10. Finke, S., & Conzelmann, K.K. (2005). Replication strategies of rabies virus. Virus Research, 111(2), 120-131. doi: 10.1016/j.virusres.2005.04.004.
  11. Gavrilova, Yu.K., Generalov, S.V., Abramova, E.G., & Nikiforov, A.K. (2021). In vitro methods for rabies virus detection, and evaluation of their use in the production of rabies immunoglobulin. BIOpreparations. Prevention, Diagnosis, Treatment, 21(2), 76-84. doi: 10.30895/2221-996X-2021-21-2-76-84.
  12. GenBank. (n.d.). Retrieved from https://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/.
  13. Gigante, C.M., et al. (2024). Optimization of pan-lyssavirus LN34 assay for streamlined rabies diagnostics by real-time RT-PCR. Journal of Virological Methods, 333, article number 115070. doi: 10.1016/j.jviromet.2024.115070.
  14. Gigante, C.M., Hartloge, C., Condori, R.E., Kirby, J.D., Hovis, L., Nelson, K.M., Wallace, R., Li, Y., & Chipman, R.B. (2025). Enhanced rabies surveillance in roadkill specimens by real-time RT-PCR. PLOS Neglected Tropical Diseases, 19(7), article number e0013348. doi: 10.1371/journal.pntd.0013348.
  15. Heaton, P.R., Johnstone, P., Mcelhinney, L.M., Cowley, R., O’Sullivan, E., & Whitby, J.E. (1997). Heminested PCR assay for detection of six genotypes of rabies and rabies-related viruses. Journal of Clinical Microbiology, 35(11), 2762-2766.
  16. Kabzhanova, A.M., Kadyrov, A.S., Mukhanbetkaliyeva, A.A., Yessembekova, G.N., Mukhanbetkaliyev, Y.Y., Korennoy, F.I., Perez, A.M., & Abdrakhmanov, S.K. (2023). Rabies in the Republic of Kazakhstan: Spatial and temporal characteristics of disease spread over one decade (2013-2022). Frontiers in Veterinary Science, 10, article number 1252265. doi: 10.3389/fvets.2023.1252265.
  17. Kabzhanova, A.M., Mukhanbetkaliyev, E.E., Yesembekova, G.N., Berdikulov, М.А., & Abdrakhmanov, S.K. (2022). Spatio-temporal analysis of the epizootic situation of animal rabies in Kazakhstan. Herald of Science of S. Seifullin Kazakh Agrotechnical University, 3(114), 51-58. doi: 10.51452/kazatu.2022.3(114).1118.
  18. Manalo, D.L., Bolivar, J.K.G., Bondoc, J.G., Nagataki, B.J., Nacion, L.B., Espino, M.J.M., Park, C.H., & Inoue, S. (2024). Development and validation of a real-time PCR assay for the diagnosis of rabies virus Philippine strain in non-brain samples. medRxiv. doi: 10.1101/2024.12.04.24318476.
  19. Mauhay, J.D., et al. (2023). Molecular analysis of rabies virus using RNA extracted from used lateral flow devices. Journal of Clinical Microbiology, 61(3), article number e0154322. doi: 10.1128/jcm.01543-22.
  20. Wang, P.H., & Xing, L. (2024). The roles of rabies virus structural proteins in immune evasion and implications for vaccine development. Canadian Journal of Microbiology, 70(11), 461-469. doi: 10.1139/cjm-2024-0023.
  21. World Organisation for Animal Health (WOAH). (2023). Manual of diagnostic tests and vaccines for terrestrial animals (13th ed.). Chapter 3.1.19. Rabies (infection with rabies virus and other lyssaviruses). Retrieved from https://www.woah.org/fileadmin/Home/eng/Health_standards/tahm/3.01.19_RABIES.pdf.