KG0 – FAO AGRIS data provider 2026
ISSN 1694-6286
e-ISSN 1694-9250
Отправить статью
Русский
Вестник Кыргызcкого национального аграрного университета

Поиск статьи

Оптимизация ОТ-ПЦР для выявления РНК вируса бешенства

М Максат Коркембаев Е Екатерина Крутская Н Нурлан Кожабергенов Г Гаухар Шыныбекова К Куляйсан Султанкулова
Получено 01.02.2026
Доработано 17.05.2026
Опубликовано 15.06.2026

Аннотация

Актуальность точной и быстрой лабораторной диагностики бешенства определяется высокой эпизоотической и эпидемиологической значимостью данного заболевания, его широкой распространенностью среди диких и домашних животных, а также необходимостью своевременного проведения эффективных противоэпизоотических и профилактических мероприятий. Дополнительную значимость приобретает внедрение молекулярно-генетических методов диагностики, позволяющих сократить сроки лабораторного подтверждения инфекции и повысить чувствительность выявления вируса на ранних стадиях заболевания. Целью настоящей работы являлась разработка и оптимизация одноступенчатой обратной транскриптазной полимеразной цепной реакции (ОТ-ПЦР), предназначенной для надежного выявления РНК вируса бешенства в биологическом материале. В ходе исследования использовали молекулярно-биологические методы, включающие подбор и анализ специфических праймеров к гену N вируса бешенства, а также оптимизацию основных параметров одноступенчатой ОТ-ПЦР. В результате работы были подобраны праймеры RabF_N и RabR_N, направленные на консервативный участок гена N вируса бешенства, что обеспечило высокую специфичность амплификации. Были исследованы и проанализированы ключевые условия проведения реакции, включая температуру отжига праймеров, концентрацию ионов MgCl₂ и концентрацию праймеров в реакционной смеси. Установлены оптимальные параметры ОТ-ПЦР, обеспечивающие стабильную и воспроизводимую амплификацию целевого фрагмента вирусной РНК. Показано, что разработанный протокол позволяет эффективно выявлять РНК вируса бешенства и может применяться для лабораторного подтверждения диагноза. Полученные результаты подтверждают целесообразность использования одноступенчатой ОТ-ПЦР как быстрого и чувствительного метода молекулярной диагностики. Практическая ценность работы заключается в возможности внедрения разработанного и оптимизированного метода ОТ-ПЦР в рутинную деятельность ветеринарных диагностических лабораторий и референсных центров для диагностики бешенства и проведения эпизоотического мониторинга

Ключевые слова

диагностика; ген N; праймер; амплификация; специфичность; чувствительность
ЦИТИРОВАНИЕ
Korkembayev, M., Krutskaya, E., Kozhabergenov, N., Shynybekova, G., & Sultankulova, K. (2026). Optimisation of RT-PCR for the detection of rabies virus RNA. Bulletin of the Kyrgyz National Agrarian University, 24(2), 10-18. https://doi.org/10.63621/bknau./2.2026.10

Использованные источники

  1. Ashwini, M.A., Pattanaik, A., & Mani, R.S. (2024). Recent updates on laboratory diagnosis of rabies. The Indian Journal of Medical Research, 159(1), 48-61. doi: 10.4103/ijmr.ijmr_131_23.
  2. Bautista, C.T. (2025). Genomics-informed surveillance for elimination of rabies in the Philippines. (PhD thesis, University of Glasgow, Glasgow, Scotland).
  3. Caraballo, D.A., Lombardo, M.A., Becker, P., Sabio, M.S., Lema, C., Martínez, L.M., Beltrán, F.J., Li, Y., & Cisterna, D.M. (2021). Evaluation of two real-time, TaqMan reverse transcription-PCR assays for detection of rabies virus in circulating variants from Argentina: Influence of sequence variation. Viruses, 13(1), article number 23. doi: 10.3390/v13010023.
  4. Cliquet, F., Picard-Meyer, E., & Robardet, E. (2014). Rabies in Europe: What are the risks? Expert Review of Anti-Infective Therapy, 12(8), 905-908. doi: 10.1586/14787210.2014.921570.
  5. Condori, R.E., et al. (2020). Using the LN34 pan-lyssavirus real-time RT-PCR assay for rabies diagnosis and rapid genetic typing from formalin-fixed human brain tissue. Viruses, 12(1), article number 120. doi: 10.3390/v12010120.
  6. David, D., Yakobson, B., Rotenberg, D., Dveres, N., Davidson, I., & Stram, Y. (2002). Rabies virus detection by RT-PCR in decomposed naturally infected brains. Veterinary Microbiology, 87(2), 111-118. doi: 10.1016/s0378-1135(02)00041-x.
  7. Dean, D.J., Abelseth, M.K., & Atanasiu, P. (1996). The fluorescent antibody test. In F.X. Meslin, M.M. Kaplan & H. Koprowski (Eds.), Laboratory techniques in rabies (4th ed., pp. 88-95). Geneva: WHO.
  8. Faye, M., Abd El Wahed, A., Faye, O., Kissenkötter, J., Hoffmann, B., Sall, A.A., & Faye, O. (2021). A recombinase polymerase amplification assay for rapid detection of rabies virus. Scientific Reports, 11, article number 3131. doi: 10.1038/s41598-021-82479-8.
  9. Faye, M., Dacheux, L., Weidmann, M., Diop, S.A., Loucoubar, C., Bourhy, H., Sall, A.A., & Faye, O. (2017). Development and validation of sensitive real-time RT-PCR assay for broad detection of rabies virus. Journal of Virological Methods, 243, 120-130. doi: 10.1016/j.jviromet.2016.12.019.
  10. Finke, S., & Conzelmann, K.K. (2005). Replication strategies of rabies virus. Virus Research, 111(2), 120-131. doi: 10.1016/j.virusres.2005.04.004.
  11. Gavrilova, Yu.K., Generalov, S.V., Abramova, E.G., & Nikiforov, A.K. (2021). In vitro methods for rabies virus detection, and evaluation of their use in the production of rabies immunoglobulin. BIOpreparations. Prevention, Diagnosis, Treatment, 21(2), 76-84. doi: 10.30895/2221-996X-2021-21-2-76-84.
  12. GenBank. (n.d.). Retrieved from https://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/.
  13. Gigante, C.M., et al. (2024). Optimization of pan-lyssavirus LN34 assay for streamlined rabies diagnostics by real-time RT-PCR. Journal of Virological Methods, 333, article number 115070. doi: 10.1016/j.jviromet.2024.115070.
  14. Gigante, C.M., Hartloge, C., Condori, R.E., Kirby, J.D., Hovis, L., Nelson, K.M., Wallace, R., Li, Y., & Chipman, R.B. (2025). Enhanced rabies surveillance in roadkill specimens by real-time RT-PCR. PLOS Neglected Tropical Diseases, 19(7), article number e0013348. doi: 10.1371/journal.pntd.0013348.
  15. Heaton, P.R., Johnstone, P., Mcelhinney, L.M., Cowley, R., O’Sullivan, E., & Whitby, J.E. (1997). Heminested PCR assay for detection of six genotypes of rabies and rabies-related viruses. Journal of Clinical Microbiology, 35(11), 2762-2766.
  16. Kabzhanova, A.M., Kadyrov, A.S., Mukhanbetkaliyeva, A.A., Yessembekova, G.N., Mukhanbetkaliyev, Y.Y., Korennoy, F.I., Perez, A.M., & Abdrakhmanov, S.K. (2023). Rabies in the Republic of Kazakhstan: Spatial and temporal characteristics of disease spread over one decade (2013-2022). Frontiers in Veterinary Science, 10, article number 1252265. doi: 10.3389/fvets.2023.1252265.
  17. Kabzhanova, A.M., Mukhanbetkaliyev, E.E., Yesembekova, G.N., Berdikulov, М.А., & Abdrakhmanov, S.K. (2022). Spatio-temporal analysis of the epizootic situation of animal rabies in Kazakhstan. Herald of Science of S. Seifullin Kazakh Agrotechnical University, 3(114), 51-58. doi: 10.51452/kazatu.2022.3(114).1118.
  18. Manalo, D.L., Bolivar, J.K.G., Bondoc, J.G., Nagataki, B.J., Nacion, L.B., Espino, M.J.M., Park, C.H., & Inoue, S. (2024). Development and validation of a real-time PCR assay for the diagnosis of rabies virus Philippine strain in non-brain samples. medRxiv. doi: 10.1101/2024.12.04.24318476.
  19. Mauhay, J.D., et al. (2023). Molecular analysis of rabies virus using RNA extracted from used lateral flow devices. Journal of Clinical Microbiology, 61(3), article number e0154322. doi: 10.1128/jcm.01543-22.
  20. Wang, P.H., & Xing, L. (2024). The roles of rabies virus structural proteins in immune evasion and implications for vaccine development. Canadian Journal of Microbiology, 70(11), 461-469. doi: 10.1139/cjm-2024-0023.
  21. World Organisation for Animal Health (WOAH). (2023). Manual of diagnostic tests and vaccines for terrestrial animals (13th ed.). Chapter 3.1.19. Rabies (infection with rabies virus and other lyssaviruses). Retrieved from https://www.woah.org/fileadmin/Home/eng/Health_standards/tahm/3.01.19_RABIES.pdf.